通过双向电泳分离出一个新蛋白，如何探讨它的功能？
aa测序→到数据库上BLAST→预测结构功能，蛋白的性质，胞外还是胞内还是膜蛋白，相似序列相似蛋白，预测蛋白间相互作用，总之先通过数据库做大量的预测工作，好几周甚至上月，然后钓出基因做功能实验、双杂交或pulldown，coip之后慢慢来，这些是着手工作，以后边做边想，会渐入佳境，祝好运！
如何处理双向电泳的样本
双向电泳技术发展迅速，目前是蛋白质组学中应用最广泛的蛋白质分离手段。样本制备方法对于获得清晰度高的电泳结果至关重要，然而最佳的样本制备方法需要考虑样本特点及研究目的。
你是如何处理双向电泳样本的？分享一下你在双向电泳实验中成功或失败的经历。
荧光双向电泳DIGE做差异点分析的时候比考染好。
总蛋白的双向电泳，考染显色，跑出来的效果不太好，蛋白点不多，各点之间分得也不太开，我的上样量是不是偏少，第一向等点聚焦是不是不完全或者是样品不纯？
个人认为急需整理各种组织的高效的处理方法，酚抽法麻烦耗时有时效果却不见得比TCA丙酮好，着实让人郁闷。
植物组织样品处理一般情况下用简单的TCA/丙酮提取法或酚抽提法。如果提取蛋白的效果不佳，可用TCA/丙酮/酚抽提法 来提取蛋白。
双向电泳时，血清样本怎么处理比较好，听说很多种处理方法，但效果不太一样。
双向凝胶电泳的样品制备影响因素挺多的，包括蛋白质的溶解性、分子量、电荷数等等，我之前做实验的时候对于蛋白提取的marker是有要求的，marker需要根据目的基因及载体的分子量再来确定的。
说起双向的电泳，满满的都是泪啊，胶的浓度、电压、气泡、时间因素多了去了，还记得等待的时候去吃饭打球的日子吗，跑过头了亲，过头了亲，头了亲，了亲，亲...其实吧，天气也是要注意的。
有一段时间没做这个实验了，之前我处理样本的经验就是：老老实实按照实验步骤走，洗干净手。这样基本就没有 太大的问题。
我刚做蛋白不久,我的粗酶液是葡聚糖酶,经过PAGE电泳后活性染色,有三条红色条带,其中一条带比较亮.我将亮红色条带相对应位置的胶回收,进行SDS-PAGE,考染有三条带,而且离的比较近. 我现在想做双向电泳,看看我的葡聚糖酶的等电点,请问我要准备些什么,要将我的酶液怎么处理吗?
等电聚焦的时候，电压老是上不去。怎么破？是样品处理的问题吗？
蛋白质组学中的双向电泳和质谱技术在纤维素酶中的应用主要在哪些方面？具体点
蛋白质组学是一个分析的手段，主要目的是找出不同处理组之间的蛋白差异，不管是纤维素酶还是其他的样品都是一个道理，找出差异的蛋白，并且通过质谱鉴定该蛋白是什么蛋白。
比如可以通过不同的处理看看其处理的方式对纤维素的表达量的影响。
其实蛋白质组学的分析手段是一个比较泛的手段，就是不知道这种材料处理会对哪种酶产生影响，进而可以通过蛋白组学的方式找出发生变化的差异蛋白，最后通过质谱鉴定这些发生变化的蛋白具体是什么蛋白。所以蛋白质组学的大前提可以说是还不知道哪一个蛋白会变化，进而运用其找到这个变化的蛋白。至于针对特定的某一个知晓的蛋白而言，运用蛋白质组学和质谱的意义不大。
望采纳！
说明双向电泳分离蛋白质技术的原理以及其在蛋白组学研究中的意义。
我简要回答，你还得自己发挥。
原理，根据蛋白质都具有特定的等电点及分子量这2个属性，首先在IEF胶条上进行等点聚焦，具不同等电点的蛋白会电泳到和其等电点一致的位置；第二IEF进行SDS-PAGE，胶条上的蛋白根据其分子量大小进一步分离。通过这2维分离过程，不同属性的蛋白得以分离。
意义，研究蛋白的理化性质如等电点和分子量，蛋白的分离纯化，蛋白表达差异的查找，结合质谱可以对特定蛋白进行鉴定。
什么是双向电泳
双向电泳（two-dimensional electrophoresis）是等电聚焦电泳和SDS-PAGE的组合，即先进行等电聚焦电泳（按照pI分离），然后再进行SDS-PAGE（按照分子大小），经染色得到的电泳图是个二维分布的蛋白质图。
：双向电泳完整的操作步骤 （一）第一向等电聚焦 1. 从冰箱中取-20℃冷冻保存的水化上样缓冲液（I）（不含DTT，不含Bio-Lyte）一小管（1ml/管），置室温溶解。 2. 在小管中加入0.01g DTT， Bio-Lyte 4-6、5-7各2.5ml，充分混匀。 3. 从小管中取出400ml水化上样缓冲液，加入100ml样品，充分混匀。 4. 从冰箱中取-20℃冷冻保存的IPG预制胶条（17cm pH 4-7），室温中放置10分钟。 5. 沿着聚焦盘或水化盘中槽的边缘至左而右线性加入样品。在槽两端各1cm左右不要加样，中间的样品液一定要连贯。注意：不要产生气泡。否则影响到胶条中蛋白质的分布。 6. 当所有的蛋白质样品都已经加入到聚焦盘或水化盘中后，用镊子轻轻的去除预制IPG胶条上的保护层。 7. 分清胶条的正负极，轻轻地将IPG胶条胶面朝下置于聚焦盘或水化盘中样品溶液上，使得胶条的正极（标有+）对应于聚焦盘的正极。确保胶条与电极紧密接触。不要使样品溶液弄到胶条背面的塑料支撑膜上，因为这些溶液不会被胶条吸收。同样还要注意不使胶条下面的溶液产生气泡。如果已经产生气泡，用镊子轻轻地提起胶条的一端，上下移动胶条，直到气泡被赶到胶条以外。 8. 在每根胶条上覆盖2-3ml矿物油，防止胶条水化过程中液体的蒸发。需缓慢的加入矿物油，沿着胶条，使矿物油一滴一滴慢慢加在塑料支撑膜上。 9. 对好正、负极，盖上盖子。设置等电聚焦程序。 10.聚焦结束的胶条。立即进行平衡、第二向SDS-PAGE电泳，否则将胶条置于样品水化盘中，-20℃冰箱保存。 （二）第二向SDS-PAGE电泳 1. 配制10%的丙烯酰胺凝胶两块。配80ml凝胶溶液，每块凝胶40ml，将溶液分别注入玻璃板夹层中，上部留1cm的空间，用MilliQ水（没有milliq的话ddh2o也行，注，水云深浪按）、乙醇或水饱和正丁醇封面，保持胶面平整。聚合30分钟。一般凝胶与上方液体分层后，表明凝胶已基本聚合。 2. 待凝胶凝固后，倒去分离胶表面的MilliQ水、乙醇或水饱和正丁醇，用MilliQ水冲洗。 3. 从-20℃冰箱中取出的胶条，先于室温放置10分钟，使其溶解。 4. 配制胶条平衡缓冲液I。 5．在桌上先放置干的厚滤纸，聚焦好的胶条胶面朝上放在干的厚滤纸上。将另一份厚滤纸用MilliQ水浸湿，挤去多余水分，然后直接置于胶条上，轻轻吸干胶条上的矿物油及多余样品。这可以减少凝胶染色时出现的纵条纹。 6. 将胶条转移至溶涨盘中，每个槽一根胶条，在有胶条的槽中加入5ml胶条平衡缓冲液I。将样品水化盘放在水平摇床上缓慢摇晃15分钟。 7. 配制胶条平衡缓冲液II。 8. 第一次平衡结束后，彻底倒掉或吸掉样品水化盘中的胶条平衡缓冲液I。并用滤纸吸取多余的平衡液（将胶条竖在滤纸上，以免损失蛋白或损坏凝胶表面）。再加入胶条平衡缓冲液II，继续在水平摇床上缓慢摇晃15分钟。 9. 用滤纸吸去SDS-PAGE聚丙烯酰胺凝胶上方玻璃板间多余的液体。将处理好的第二向凝胶放在桌面上，长玻璃板在下，短玻璃板朝上，凝胶的顶部对着自己。 10.将琼脂糖封胶液进行加热溶解。 11.将10×电泳缓冲液，用量筒稀释10倍，成1×电泳缓冲液。赶去缓冲液表面的气泡。 12.第二次平衡结束后，彻底倒掉或吸掉样品水化盘中的胶条平衡缓冲液II。并用滤纸吸取多余的平衡液（将胶条竖在滤纸上，以免损失蛋白或损坏凝胶表面）。 13.将IPG胶条从样品水化盘中移出，用镊子夹住胶条的一端使胶面完全浸末在1×电泳缓冲液中。然后将胶条胶面朝上放在凝胶的长玻璃板上。其余胶条同样操作。 14.将放有胶条的SDS-PAGE凝胶转移到灌胶架上，短玻璃板一面对着自己。在凝胶的上方加入低熔点琼脂糖封胶液。 15.用镊子、压舌板或是平头的针头，轻轻地将胶条向下推，使之与聚丙烯酰胺凝胶胶面完全接触。注意不要在胶条下方产生任何气泡。在用镊子、压舌板或平头针头推胶条时，要注意是推动凝胶背面的支撑膜，不要碰到胶面。 16.放置5分钟，使低熔点琼脂糖封胶液彻底凝固。 17.在低熔点琼脂糖封胶液完全凝固后。将凝胶转移至电泳槽中。 18.在电泳槽加入电泳缓冲液后，接通电源，起始时用的低电流（5mA/gel/17cm）或低电压，待样品在完全走出IPG胶条，浓缩成一条线后，再加大电流（或电压）（20-30mA/gel/17cm），待溴酚蓝指示剂达到底部边缘时即可停止电泳。 19.电泳结束后，轻轻撬开两层玻璃，取出凝胶，并切角以作记号（戴手套，防止污染胶面）。 20.进行染色。
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双向电泳仪的原理是什么，在蛋白质的研究中是如何利用它的，谢谢
电泳仪的原理：带电粒子在直流电场作用下于一定介质中所发生的定向运动，利用这一现象对化学或生物化学组分进行分离分析的技术称之为电泳。
双向电泳技术有哪些实际用处？
用来分离组分繁多的复杂系统，主要用于各种“组学”研究，比如蛋白质组学。